Virus Powassan: Fiche technique santé-sécurité : agents pathogènes
Section I – Agent infectieux
Nom
Virus Powassan
Type d'agent
Virus
Taxonomie
Famille
Flaviviridae
Genre
Orthoflavivirus
Espèce
Orthoflavivirus powassanense
Synonyme ou renvoi
POWV, POW, le virus de l'encéphalite de Powassan, le virus de la tique de cerf, flavivirus PowassanNote de bas de page 1 Note de bas de page 2 Note de bas de page 3 Note de bas de page 4.
Caractéristiques
Brève description
Le virus Powassan (POWV) est un virus sphérique enveloppé, d'environ 50 nm de diamètreNote de bas de page 5. Le génome de l'ARN à sens positif, linéaire à simple brin, mesure 10,8 kb de longueur, encode 10 protéines et a un contenu G+C de 52 à 55%Note de bas de page 5 Note de bas de page 6.
Propriétés
Les tiques qui propagent le POWV le font généralement grâce à un cycle de vie de trois hôtes sur 2 à 3 ansNote de bas de page 7. Les premiers hôtes sont de petits rongeurs infectés par les larves, les seconds sont d'autres petits mammifères ou oiseaux infectés par les nymphes, et les derniers sont des mammifères plus gros et des humains infectés par les tiques adultes. Contrairement à d'autres maladies transmises par les tiques, la transmission du POWV aux hôtes animaux et humains est effectuée très rapidement (en 15 minutes)Note de bas de page 8. Le POWV envahit rapidement les glandes salivaires des tiques et persiste pendant au moins 120 jours. La salive de tique est rapidement transférée sur le site de morsure sur un hôte, la salive contenant des propriétés anti-inflammatoires et immunosuppressives pour faciliter l'infectionNote de bas de page 7 Note de bas de page 8. Les macrophages et les fibroblastes sont des cibles précoces d'infection qui libèrent des cytokines et établissent un environnement pro-inflammatoire, facilitant ainsi une infection poussée dans l'hôteNote de bas de page 9 Note de bas de page 10.
Comme d'autres flavivirus, le POWV pénètre dans la cellule hôte par endocytose médiée par des récepteurs et libère l'ARN viral dans le cytoplasmeNote de bas de page 5. Le génome est traduit en protéines structurales et virus se réplique dans le cytoplasme de l'hôte. Les virions matures assemblés sont libérés par exocytose pour infecter d'autres cellules.
Deux lignées de POWV sont reconnues, le POWV et le virus du tique du cerf (VTC), avec des cycles tiques-animaux différents. Toutefois, les deux lignées ont les mêmes manifestations cliniques et une composition génétique semblable. Elles ne peuvent être distinguées que par le séquençage génétique et sont donc souvent désignées ensemble en tant que POWVNote de bas de page 10 Note de bas de page 11.
Section II – Identification des dangers
Pathogénicité et toxicité
La plupart des symptômes initiaux, après la période d'incubation, comprennent des symptômes semblables à ceux de la grippe comme la fièvre, le mal de gorge, la somnolence, les maux de tête, la faiblesse musculaire, la nausée et la désorientation. Les symptômes durent de 1 à 7 jours et sont généralement auto-limitantsNote de bas de page 5 Note de bas de page 10. Une éruption maculopapulaire sur le tronc et la poitrine a été signalée, mais est peu communeNote de bas de page 7. Le POWV peut causer des maladies neuroinvasives rares mais graves chez les humains avec une infection des neurones et des astrocytesNote de bas de page 9 Note de bas de page 10. Des semaines après la période prodromale, une infection non traitée pourrait entraîner une encéphalite, une méningo-encéphalite et une méningite aseptique. Celles-ci sont caractérisées par des vomissements, de la fièvre, des difficultés respiratoires, des convulsions et une perte de coordination, apparaissant dans plus de 89 % des cas récentsNote de bas de page 10 Note de bas de page 11. Les convulsions fébriles sont couramment signalées chez les enfantsNote de bas de page 5. Des cas d'encéphalite hémorragiqueNote de bas de page 12, d'ophtalmoplégieNote de bas de page 13, de nystagmusNote de bas de page 14, et de maladies semblables à la polioNote de bas de page 15 dues à l'encéphalite du POWV ont été signalés. Des années après l'infection initiale, des séquelles neurologiques graves à long terme de paralysie, d'hémiplégie, de perte de mémoire apparaissent chez plus de 50% des survivantsNote de bas de page 5 Note de bas de page 10. Les complications à long terme qui peuvent apparaître après des années d'infection comprennent la paralysie, l'hémiplégie, la perte de mémoire, les déficits cognitifs et l'atrophie musculaireNote de bas de page 5. On estime que les taux de mortalité sont de 10 à 15 % chez les patients atteints de maladies neuroinvasives.
Les lapins infectés expérimentalement par le POWV ont démontré une encéphalite et une méningiteNote de bas de page 16. Les chevaux infectés expérimentalement ont démontré une encéphalomyélite et une nécrose cérébrale.
Épidémiologie
Le POWV est le seul type de flavivirus d'encéphalite à tiques (ET) qui se trouve en Amérique du NordNote de bas de page 17. Le premier cas de POWV a été signalé par l'autopsie cérébrale d'un jeune garçon à Powassan, en Ontario, en 1958Note de bas de page 18. La plupart des cas humains de POWV en Amérique du Nord se trouvent maintenant autour des Grands Lacs, au nord-est des États-Unis et à l'est du Canada, mais des tiques infectés ont été trouvés dans de nombreuses régions des États-Unis et du Canada, dont le Nouveau-Mexique, le Colorado, la Californie, la Colombie-Britannique, Calgary et le Canada atlantiqueNote de bas de page 19 Note de bas de page 20. Une éclosion de POWV a été signalée dans le Maine et le Vermont entre 1999 et 2001, et quatre cas ont signalé une encéphalite due au POWVNote de bas de page 21. Le POWV est également endémique en Russie orientale, provenant probablement de l'est du Canada, et a été signalé pour la première fois en 1972Note de bas de page 22.
Le nombre d'infections était faible avant les années 2000, avec seulement 27 cas signalés en Amérique du Nord jusqu'en 1998Note de bas de page 11. Cependant, les infections de POWV ont récemment émergé aux États-Unis en raison de l'augmentation du nombre et de la distribution géographique des tiques (en raison du temps chaud, de l'évolution des modèles de précipitations et de la déforestation), de l'urbanisation accrue et, de la sensibilisation et de la surveillance accrue des arbovirusNote de bas de page 3 Note de bas de page 11. Entre 2004 et 2023, 322 cas ont été signalés aux États-UnisNote de bas de page 23 Note de bas de page 24. À l'inverse, au Canada et en Russie, il y a moins de cas signalés avec 22 cas signalés en 2018 au Canada et 18 cas signalés en 2020 en RussieNote de bas de page 11 Note de bas de page 25 Note de bas de page 26. Toutefois, le nombre d'infections signalées au Canada et en Russie n'augmente pas aussi rapidement qu'aux États-Unis; par exemple, 16 cas sur 18 ont été enregistrés en Russie entre 1979 et 1989, et au Canada, le plus grand nombre de cas signalés par année était de quatreNote de bas de page 22 Note de bas de page 27. Cependant, les études de séroprévalence suggèrent que les infections par le POWV peuvent souvent être asymptomatiques et que les tests ne sont fait qu'après la manifestation de maladies neuroinvasivesNote de bas de page 11. La séroprévalence du POWV dans la population générale ou les patients hospitalisés se situe entre 0 et 4 %, mais il peut parfois y avoir une réactivité croisée dans les études sérologiques entre les antigènes du POWV et ceux d'autres flavivirusNote de bas de page 5 Note de bas de page 19 .
La plupart des infections surviennent de la fin du printemps au début de l'automne, alors que les tiques se nourrissent le plus activementNote de bas de page 10. Le POWV a de préférence un cycle de transmission entre les tiques I. marxi et les écureuils et les tiques I. cookei et les marmottes, tandis que le VTC se transmet surtout entre les tiques I. scapularis et les sourisNote de bas de page 11. I. scapularis est une espèce de tique plus agressive et moins spécifique à l'hôte, ce qui augmente le risque du VTC en comparaison avec le POWV.
Les facteurs de risque de l'infection par le POWV incluent la vie en zones boisées, les pratiques d'activités de plein air au moment où l'activité des tiques est élevée et le contact avec des animaux sauvagesNote de bas de page 5. Les mâles présentent une séroprévalence plus élevée que les femelles et l'âge avancé est associé au décèsNote de bas de page 28. Les patients qui ont reçu un traitement de rituximab ou d'autres anticorps monoclonaux qui détruisent les cellules B ont subi une maladie arbovirale grave ou prolongéeNote de bas de page 29.
Gamme d'hôtes
Hôtes naturels
Les petits et moyens mammifères tels que les écureuilsNote de bas de page 30, les marmottes, les mouffettesNote de bas de page 31, les opossumsNote de bas de page 32, les renards, les souris, les porcs-épicsNote de bas de page 33, les hamstersNote de bas de page 34, les cobayes, les ratons laveursNote de bas de page 35, les lièvresNote de bas de page 36, les cerfsNote de bas de page 37, les campagnolsNote de bas de page 7, les coyotesNote de bas de page 38 et les oiseauxNote de bas de page 32. Les humains sont des culs-de-sac épidémiologiquesNote de bas de page 11.
Autres hôtes
Les singesNote de bas de page 39, les lapinsNote de bas de page 16 et les chevaux ont été infectés expérimentalement.
Dose infectieuse
Dans une étude expérimentale sur des souris infectées par le VTC, on a observé des signes cliniques de maladie chez des souris inoculées de 101 à 105 d'unités formatrices de foyers (UFF) du VTCNote de bas de page 40. Le virus du Nil occidental, également un Flavivirus, a une dose infectieuse à 50 % (DI50) de 0,5 d'unité formatrice de plaques (UFP) chez les moustiques et de 0,66 UFP chez les jeunes pouletsNote de bas de page 41.
Période d'incubation
Lors d'une infection naturelle, la période d'incubation varie de 1 à 5 semaines après l'expositionNote de bas de page 5 Note de bas de page 10. Toutefois, chez les souris infectées expérimentalement, la période d'incubation à été aussi courte que 5 jours après l'expositionNote de bas de page 40.
Transmissibilité
La principale voie d'infection est l'injection par la morsure d'une tique qui a été infectée en se nourrissant sur des hôtes infectésNote de bas de page 7 Note de bas de page 10. La transmission de l'homme à l'homme peut se produire par transfusion sanguine et transplantation d'organesNote de bas de page 42 Note de bas de page 43.
Chez les animaux, la voie d'infection est également principalement par morsure de tiques infectéesNote de bas de page 7 Note de bas de page 11. Chez certaines espèces vectorielles comme H. longicornis, on a observé la transmission transstadienne du POWV de tiques adultes aux larves et la transmission transsovariale des adultes aux oeufsNote de bas de page 44.
Section III – Dissémination
Réservoir
Les tiques et les petits et moyens mammifères forestiers maintiennent le cycle de transmission du POWV, comme les sourisNote de bas de page 45, les écureuilsNote de bas de page 10, les tamias, les marmottes, les mouffettes, les campagnolsNote de bas de page 20 et les musaraignes. Le POWV se trouve surtout entre les tiques I. marxi et les écureuils et les tiques I. cookei et les marmottes, tandis que le VTC se trouve surtout entre les tiques I. scapularis et les sourisNote de bas de page 11.
Zoonose
La zoonose indirecte par transfert de virus entre les animaux réservoir et les humains par des vecteurs de tiquesNote de bas de page 3.
Vecteurs
Principalement les tiques Ixodes spp.Note de bas de page 10. La tique I. scapularis est le vecteur principal sur la côte Est des États-Unis et la tique I. cookei est le vecteur principal dans le Mid west américain et au CanadaNote de bas de page 7. Parmi les autres espèces en Amérique du Nord, on compte l'I. marxi, l'I. le spinipalpus, le Dermacentor andersoni, l'Ambylomma Americanum et le Dermacentor variabilisNote de bas de page 7 Note de bas de page 10 Note de bas de page 34 Note de bas de page 46. En Russie, le POWV est présent chez l'Hemaphysalis longicornis comme vecteur primaire, mais on l'a trouvé dans l'H. neumanni, l'H. concinna, l'H. japonica, le D. silvarum, et l'I. persulcatusNote de bas de page 47.
Section IV – Viabilité et stabilité
Sensibilité/résistance aux médicaments
Aucun.
Sensibilité aux désinfectants
Inconnu pour le POWV, toutefois pour d'autres flavivirus, sensibles à l'alcool éthylique de 60 à 80 %, à l'alcool isopropylique de 60 à 95 %, au chlore de 200 à 5000 ppm, au formaldéhyde de 2 à 8 %, à >2 % de glutaraldéhyde, à 7 % de peroxyde d'hydrogène stabilisé, à 0,55% d'ortho-phtaldéhyde, de 75 à 150 ppm d'iode, de 12 à 2250 ppm d'acide peracétique, aux phénoliques et aux composés quaternaires d'ammoniumNote de bas de page 48 Note de bas de page 49.
Inactivation physique
Les flavivirus sont inactivés par chauffage à 56 oC pendant 30 minutes, à 60 oC pendant 3 minutes, à une exposition de 365 nm UV-A pendant 40 minutes combinés avec 10 µg/mL de 4'-aminométhyl-trioxsalenNote de bas de page 50, à 10 mégarad de rayonnement gammaNote de bas de page 51.
Survie à l'extérieur de l'hôte
Inconnue. D'autres flavivirus, comme virus du Nil occidental, peuvent survivre jusqu'à 72 heures à 4 oC dans une solution contenant 30-150 ppt de NaClNote de bas de page 52, et peuvent survivre dans le sang pendant 5 jours dans les plaquettes, 33 jours dans des globules rouges et 44 jours dans du plasma congeléNote de bas de page 53.
Section V – Premiers soins et aspects médicaux
Surveillance
Surveiller les symptômesNote de bas de page 5. Les méthodes d'imagerie (p. ex., la tomodensitométrie ou l'IRM) sont utilisées au premier signe de manifestation clinique pour exclure d'autres conditions neurologiquesNote de bas de page 7. Le POWV est principalement identifié dans les échantillons de sérums à l'aide de méthodes telles que l'épreuve d'immunofluorescenceNote de bas de page 7, l'épreuve immunoenzymatique compétitive (ELISA), le test immunologique basé sur microsphère et les tests de réduction de plaques par neutralisationNote de bas de page 54. Cependant, ils nécessitent plusieurs semaines pour avoir les résultatsNote de bas de page 5. Les méthodes d'amplification de l'acide nucléique comme le RT-PCR peuvent détecter le POWV dans le sérum sanguin ou le liquide céphalo-rachidien au cours des premiers jours de la présentation clinique, mais doivent être confirmées par séquençage ou spectrométrie de masseNote de bas de page 5 Note de bas de page 55. Le séquençage métagénomique effectué sur le liquide céphalo-rachidien peut également diagnostiquer rapidement le POWVNote de bas de page 14.
Remarque : Les recommandations spécifiques pour la surveillance en laboratoire devraient provenir du programme de surveillance médicale, qui est fondé sur une évaluation locale des risques des agents pathogènes et des activités en cours, ainsi qu'une évaluation globale des risques du programme de biosécurité dans son ensemble. De plus amples renseignements sur la surveillance médicale sont disponibles dans le Guide canadien sur la biosécurité (GCB).
Premiers soins et traitement
Aucun traitement n'est disponible pour le POWV. Les patients présentant des symptômes reçoivent un traitement de soutien, comme un soutien respiratoire, des liquides intraveineux et des mesures visant à réduire l'œdème cérébralNote de bas de page 11.
Remarque : Les recommandations spécifiques concernant les premiers soins et les traitements en laboratoire devraient provenir du plan d'intervention après exposition, qui est élaboré dans le cadre du programme de surveillance médicale. De plus amples renseignements sur le plan d'intervention après l'exposition sont disponibles dans le GCB.
Immunisation
Aucun vaccin n'est actuellement disponible.
Remarque : De plus amples renseignements sur le programme de surveillance médicale sont disponibles dans le GCB et en consultant le Guide canadien d'immunisation.
Prophylaxie
Aucune prophylaxie post-exposition n'est connue.
Remarque : De plus amples renseignements sur la prophylaxie dans le cadre du programme de surveillance médicale sont disponibles dans le GCB.
Section VI – Dangers pour le personnel de laboratoire
Infections contractées en laboratoire
Aucune n'a été signalée.
Remarque : Veuillez consulter la Norme canadienne sur la biosécurité (NCB) et le GCB pour obtenir de plus amples renseignements sur les exigences relatives à la déclaration des incidents d'exposition. Une ligne directrice canadienne sur la biosécurité décrivant les procédures de déclaration est également disponible.
Sources et échantillons
Le liquide céphalo-rachidienNote de bas de page 14, le tissu cérébral, le sang, l'urineNote de bas de page 56, et les tiquesNote de bas de page 32.
Dangers primaires
Les piqûres de tiques infectées et l'auto-inoculation avec des matières infectieuses sont les principaux dangers associés à l'exposition au POWVNote de bas de page 7 Note de bas de page 10 Note de bas de page 42 Note de bas de page 43.
Dangers particuliers
Aucun.
Section VII – Contrôle de l'exposition et protection personnelle
Classification par groupe de risque
Le POWV est un pathogène humain de groupe de risque 3 et un pathogène animal de groupe de risque 1Note de bas de page 4. Le POWV est un agent biologique à cote de sécurité élevée (ABCSE).
Exigences de confinement
Les installations, l'équipement et les pratiques opérationnelles de niveau de confinement 3, tels que décrits dans la NCB pour le travail avec des matières, des animaux ou des cultures infectieux ou possiblement infectieux.
Vêtements de protection
Les exigences applicables au niveau de confinement 3 pour l'équipement et les vêtements de protection individuelle décrites dans la NCB doivent être respectées. À tout le moins, l'utilisation de vêtements protecteurs dédiés qui recouvrent entièrement le corps, de chaussures de sécurité dédiées et/ou de couvre-chaussures, de gants lors de la manipulation de matières infectieuses ou d'animaux infectés, d'une protection du visage lorsqu'il y a un risque connu ou potentiel d'exposition aux éclaboussures ou aux objets projetés en l'air, d'appareils de protection respiratoire lorsqu'il y a un risque d'exposition à des aérosols infectieux et d'une deuxième couche de vêtements de protection avant de travailler avec des matières infectieuses ou des animaux infectés.
Remarque : Une évaluation locale des risques permettra de déterminer la protection appropriée pour les mains, les pieds, la tête, le corps, les yeux, le visage et les voies respiratoires. De plus, les exigences relatives à l'équipement de protection individuelle pour la zone de confinement et les activités de travail doivent être documentées.
Autres précautions
Toutes les activités impliquant des récipients ouverts d'agents pathogènes doivent être effectuées dans une enceinte de sécurité biologique (ESB) certifiée ou un autre espace de confinement primaire approprié. L'utilisation d'aiguilles, de seringues et d'autres objets pointus doit être strictement limitée. Des précautions supplémentaires doivent être prises pour les travaux impliquant des animaux ou des activités à grande échelle.
Des précautions appropriées doivent être prises lors du travail avec des arthropodes infectés. Cela peut inclure la mise en œuvre d'un programme visant à prévenir les fuites et à détecter tout arthropode échappé, ainsi que l'utilisation d'équipements de protection individuelle (EPI) appropriés, entre autres mesuresNote de bas de page 57 Note de bas de page 58.
Section VIII – Manutention et entreposage
Déversements
Laisser les aérosols se déposer. Tout en portant de l'équipement de protection individuelle, couvrir doucement le déversement avec du papier absorbant et appliquer un désinfectant approprié, à partir du périmètre et en allant vers le centre. Permettre un contact suffisant avec le désinfectant avant le nettoyage (GCB).
Élimination
Les matières réglementées, ainsi que tous les articles et les déchets doivent être décontaminés à la barrière de confinement avant leur retrait de la zone de confinement, de la salle animalière, du box ou de la salle de nécropsie. Pour ce faire, on peut utiliser des technologies et des procédés de décontamination qui se sont avérés efficaces contre les matières infectieuses, comme les désinfectants chimiques, l'autoclave, l'irradiation, l'incinération, un système de traitement des effluents ou une décontamination gazeuse (GCB).
Entreposage
Les exigences applicables en matière de confinement de niveau 3 pour l'entreposage, décrites dans la NCB, doivent être respectées. Les contenants primaires de matières réglementées retirés de la zone de confinement doivent être entreposés dans des contenants secondaires étiquetés, étanches, résistants aux chocs et conservés dans un équipement d'entreposage verrouillé ou dans un espace auquel l'accès est limité.
ABCSE : Les contenants d'agents biologiques à cote de sécurité élevée (ABCSE) entreposés à l'extérieur de la zone de confinement doivent être étiquetés, étanches, résistants aux chocs et conservés dans un équipement d'entreposage verrouillé à un endroit fixe (c.-à-d., non mobile) et dans un endroit avec accès limité.
Un inventaire des agents pathogènes du GR3 et des ABCSE entreposés pour une longue durée doit être dressé et inclure :
- l'identification précise des matières réglementées
- un mécanisme qui permet de détecter rapidement la disparition ou le vol d'un échantillon
Section IX – Renseignements sur la réglementation et autres
Renseignements sur la réglementation canadienne
Les activités contrôlées avec le POWV nécessitent un permis pour les agents pathogènes humains et les toxines délivré par l'Agence de la santé publique du Canada.
Veuillez noter qu'il existe d'autres exigences en matière de sécurité, comme l'obtention d'une habilitation de sécurité conformément à la Loi sur les agents pathogènes humains et les toxines pour les travaux impliquant des ABCSE.
Voici une liste non exhaustive des désignations, règlements ou lois applicables :
- Loi sur les agents pathogènes humains et les toxines et Règlement sur les agents pathogènes humains et les toxines
- Loi sur le transport des marchandises dangereuses et Règlement sur le transport des marchandises dangereuses
- Maladies à déclaration obligatoire à l'échelle nationale (humaines)
Remarque : Depuis 2023, le POWV est une maladie à déclaration obligatoire au Québec, en Alberta, à Terre-Neuve-et-Labrador et en Nouvelle-ÉcosseNote de bas de page 59 Note de bas de page 60 Note de bas de page 61 Note de bas de page 62. En Ontario, il est considéré comme une maladie d'importance pour la santé publiqueNote de bas de page 63. Il s'agit également d'une condition à déclaration obligatoire à l'échelle nationale aux États-UnisNote de bas de page 28.
Dernière mise à jour
Décembre 2023
Rédigé par
Centre de la biosûreté, Agence de la santé publique du Canada.
Mise en garde
L'information scientifique, opinions et recommandations contenues dans cette Fiche technique santé-sécurité : agents pathogènes ont été élaborées sur la base de ou compilées à partir de sources fiables disponibles au moment de la publication. Les dangers nouvellement découverts sont fréquents et ces informations peuvent ne pas être totalement à jour. Le gouvernement du Canada ne se tient pas responsable de leur justesse, de leur caractère exhaustif ou de leur fiabilité, ni des pertes ou blessures pouvant résulter de l'utilisation de ces renseignements.
Les personnes au Canada sont tenues de se conformer aux lois pertinentes, y compris les règlements, les lignes directrices et les normes applicables à l'importation, au transport et à l'utilisation d'agents pathogènes au Canada, établis par les autorités réglementaires compétentes, notamment l'Agence de la santé publique du Canada, Santé Canada, l'Agence canadienne d'inspection des aliments, Environnement et Changement climatique Canada et Transports Canada. La classification des risques et les exigences réglementaires connexes mentionnées dans la présente Fiche technique santé-sécurité : agents pathogènes, telles que celles qui figurent dans la norme canadienne de biosécurité, peuvent être incomplètes et sont spécifiques au contexte canadien. D'autres juridictions auront leurs propres exigences.
Tous droits réservés © Agence de la santé publique du Canada, 2024, Canada
Références
- Note de bas de page 1
-
Beltz, L. A. 2021. Chapter 1 - Introduction to Flaviviruses, p 1-18. Beltz LA (ed), Zika and Other Neglected and Emerging Flaviviruses. Elsevier.
- Note de bas de page 2
-
Postler, T. S., M. Beer, B. J. Blitvich, J. Bukh, X. de Lamballerie, J. F. Drexler, A. Imrie, A. Kapoor, G. G. Karganova, P. Lemey, V. Lohmann, P. Simmonds, D. B. Smith, J. T. Stapleton, et J. H. Kuhn. 2023.
- Note de bas de page 3
-
Campbell, O., et P. J. Krause. 2020. The emergence of human Powassan virus infection in North America. Ticks and Tick-borne Diseases 11:101540.
- Note de bas de page 4
-
Gouvernement du Canada. Nov 2023. ePATHogene – la base de données sur les groupes de risque.
- Note de bas de page 5
-
Kemenesi, G., et K. Bányai. 2019. Tick-Borne Flaviviruses, with a Focus on Powassan Virus. Clin Microbiol Rev 32.
- Note de bas de page 6
-
Normandin, E., I. H. Solomon, S. Zamirpour, J. Lemieux, C. A. Freije, S. S. Mukerji, C. Tomkins-Tinch, D. Park, P. C. Sabeti, et A. Piantadosi. 2020. Powassan Virus Neuropathology and Genomic Diversity in Patients With Fatal Encephalitis. Open Forum Infect Dis 7:ofaa392.
- Note de bas de page 7
-
Fatmi, S. S., R. Zehra, et D. O. Carpenter. 2017. Powassan Virus—A New Reemerging Tick-Borne Disease. Frontiers in Public Health 5.
- Note de bas de page 8
-
Feder, H. M., S. Telford, H. K. Goethert, et G. P. Wormser. 2021. Powassan Virus Encephalitis Following Brief Attachment of Connecticut Deer Ticks. Clin Infect Dis 73:e2350-e2354.
- Note de bas de page 9
-
Nelson, J., L. Ochoa, P. Villareal, T. Dunn, P. Wu, G. Vargas, et A. N. Freiberg. 2022. Powassan Virus Induces Structural Changes in Human Neuronal Cells In Vitro and Murine Neurons In Vivo. Pathogens 11.
- Note de bas de page 10
-
Hermance, M. E., R. I. Santos, B. C. Kelly, G. Valbuena, et S. Thangamani. 2016. Immune Cell Targets of Infection at the Tick-Skin Interface during Powassan Virus Transmission. PLOS ONE 11:e0155889.
- Note de bas de page 11
-
Yang, X., G. F. Gao, et W. J. Liu. 2022. Powassan virus: A tick borne flavivirus infecting humans. Biosafety and Health 4:30-37.
- Note de bas de page 12
-
Choi, E. E. J., et R. A. Taylor. 2012. A case of Powassan viral hemorrhagic encephalitis involving bilateral thalami. Clinical Neurology and Neurosurgery 114:172-175.
- Note de bas de page 13
-
Trépanier, P., V. Loungnarath, A. Gourdeau, C. Claessens, et M. Savard. 2010. Supranuclear ophthalmoplegia in Powassan encephalitis. Can J Neurol Sci 37:890-2.
- Note de bas de page 14
-
Piantadosi, A., S. Kanjilal, V. Ganesh, A. Khanna, E. P. Hyle, J. Rosand, T. Bold, H. C. Metsky, J. Lemieux, M. J. Leone, L. Freimark, C. B. Matranga, G. Adams, G. McGrath, S. Zamirpour, S. Telford, 3rd, E. Rosenberg, T. Cho, M. P. Frosch, M. B. Goldberg, S. S. Mukerji, et P. C. Sabeti. 2018. Rapid Detection of Powassan Virus in a Patient With Encephalitis by Metagenomic Sequencing. Clin Infect Dis 66:789-792.
- Note de bas de page 15
-
Picheca, C., V. Yogendrakumar, J. I. Brooks, C. Torres, E. Pringle, et J. Zwicker. 2019. Polio-Like Manifestation of Powassan Virus Infection with Anterior Horn Cell Involvement, Canada. Emerg Infect Dis 25:1609-1611.
- Note de bas de page 16
-
Little, P. B., J. Thorsen, W. Moore, et N. Weninger. 1985. Powassan Viral Encephalitis: A Review and Experimental Studies in the Horse and Rabbit. Veterinary Pathology 22:500-507.
- Note de bas de page 17
-
Ebel, G. D. 2010. Update on Powassan virus: emergence of a North American tick-borne flavivirus. Annu Rev Entomol 55:95-110.
- Note de bas de page 18
-
McLean, D. M., et W. L. Donohue. 1959. Powassan virus: isolation of virus from a fatal case of encephalitis. Can Med Assoc J 80:708-11.
- Note de bas de page 19
-
Corrin, T., J. Greig, S. Harding, I. Young, M. Mascarenhas, et L. A. Waddell. 2018. Powassan virus, a scoping review of the global evidence. Zoonoses and Public Health 65:595-624.
- Note de bas de page 20
-
Deardorff, E. R., R. A. Nofchissey, J. A. Cook, A. G. Hope, A. Tsvetkova, S. L. Talbot, et G. D. Ebel. 2013. Powassan virus in mammals, Alaska and New Mexico, U.S.A., and Russia, 2004-2007. Emerg Infect Dis 19:2012-6.
- Note de bas de page 21
-
Centers for Disease Control and Prevention. 2001. Outbreak of Powassan Encephalitis—Maine and Vermont, 1999-2001. JAMA 286:1962-1963.
- Note de bas de page 22
-
Leonova, G. N., I. G. Kondratov, V. A. Ternovoi, E. V. Romanova, E. V. Protopopova, E. V. Chausov, E. V. Pavlenko, E. I. Ryabchikova, S. I. Belikov, et V. B. Loktev. 2009. Characterization of Powassan viruses from Far Eastern Russia. Archives of Virology 154:811-820.
- Note de bas de page 23
-
Centers for Disease Control and Prevention. 2023. Historic Data (2004-2022). Powassan Virus. December 2023.
- Note de bas de page 24
-
Centers for Disease Control and Prevention. 2023. Current Year Data (2023). Powassan Virus. December 2023.
- Note de bas de page 25
-
Sanderson, M., L. R. Lindsay, T. M. Campbell, et M. Morshed. 2018. A case of Powassan encephalitis acquired in southern Quebec. CMAJ 190:E1478-E1480.
- Note de bas de page 26
-
Agence de la santé publique du Canada. 2017. Risques liés à la maladie de Powassan.
- Note de bas de page 27
-
Campbell, O., et P. J. Krause. 2020. The emergence of human Powassan virus infection in North America. Ticks and Tick-borne Diseases 11:101540.
- Note de bas de page 28
-
Krow-Lucal, E. R., N. P. Lindsey, M. Fischer, et S. L. Hills. 2018. Powassan Virus Disease in the United States, 2006–2016. Vector-Borne and Zoonotic Diseases 18:286-290.
- Note de bas de page 29
-
Kapadia, R. K., J. E. Staples, C. M. Gill, M. Fischer, E. Khan, J. J. Laven, A. Panella, J. O. Velez, H. R. Hughes, A. Brault, D. M. Pastula, et C. V. Gould. 2023. Severe Arboviral Neuroinvasive Disease in Patients on Rituximab Therapy: A Review. Clin Infect Dis 76:1142-1148.
- Note de bas de page 30
-
Smith, K., P. T. Oesterle, C. M. Jardine, A. Dibernardo, C. Huynh, R. Lindsay, D. L. Pearl, A. M. Bosco-Lauth, et N. M. Nemeth. 2018. Powassan Virus and Other Arthropod-Borne Viruses in Wildlife and Ticks in Ontario, Canada. Am J Trop Med Hyg 99:458-465.
- Note de bas de page 31
-
Johnson, H. N. 1987. Isolation of Powassan Virus from a Spotted Skunk in California. Journal of Wildlife Diseases 23:152-153.
- Note de bas de page 32
-
Dupuis Ii, A. P., R. J. Peters, M. A. Prusinski, R. C. Falco, R. S. Ostfeld, et L. D. Kramer. 2013. Isolation of deer tick virus (Powassan virus, lineage II) from Ixodes scapularis and detection of antibody in vertebrate hosts sampled in the Hudson Valley, New York State. Parasites & Vectors 6:185.
- Note de bas de page 33
-
McLean, D. M., A. de Vos, et E. J. Quantz. 1964. Powassan Virus: Field Investigations during the Summer of 1963. The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene 13:747-753.
- Note de bas de page 34
-
Chernesky, M. A., et D. M. McLean. 1969. Localization of Powassan virus in Dermacentor andersoni ticks by immunofluorescence. Canadian Journal of Microbiology 15:1399-1408.
- Note de bas de page 35
-
Hinten, S. R., G. A. Beckett, K. F. Gensheimer, E. Pritchard, T. M. Courtney, S. D. Sears, J. M. Woytowicz, D. G. Preston, R. P. Smith, Jr., P. W. Rand, E. H. Lacombe, M. S. Holman, C. B. Lubelczyk, P. T. Kelso, A. P. Beelen, M. G. Stobierski, M. J. Sotir, S. Wong, G. Ebel, O. Kosoy, J. Piesman, G. L. Campbell, et A. A. Marfin. 2008. Increased recognition of Powassan encephalitis in the United States, 1999-2005. Vector Borne Zoonotic Dis 8:733-40.
- Note de bas de page 36
-
Zarnke, R. L., et T. M. Yuill. 1981. Powassan virus infection in snowshoe hares (Lepus americanus). J Wildl Dis 17:303-10.
- Note de bas de page 37
-
Nofchissey, R. A., E. R. Deardorff, T. M. Blevins, M. Anishchenko, A. Bosco-Lauth, E. Berl, C. Lubelczyk, J. P. Mutebi, A. C. Brault, G. D. Ebel, et L. A. Magnarelli. 2013. Seroprevalence of Powassan virus in New England deer, 1979-2010. Am J Trop Med Hyg 88:1159-62.
- Note de bas de page 38
-
Artsob, H., L. Spence, C. Th'ng, V. Lampotang, D. Johnston, C. MacInnes, F. Matejka, D. Voigt, et I. Watt. 1986. Arbovirus infections in several Ontario mammals, 1975-1980. Can J Vet Res 50:42-6.
- Note de bas de page 39
-
Frolova, M. P., L. M. Isachkova, N. M. Shestopalova, et V. V. Pogodina. 1985. Experimental encephalitis in monkeys caused by the Powassan virus. Neuroscience and Behavioral Physiology 15:62-69.
- Note de bas de page 40
-
Hermance, M. E., C. E. Hart, A. T. Esterly, E. S. Reynolds, J. R. Bhaskar, et S. Thangamani. 2020. Development of a small animal model for deer tick virus pathogenesis mimicking human clinical outcome. PLOS Neglected Tropical Diseases 14:e0008359.
- Note de bas de page 41
-
Jerzak, G. V., K. Bernard, L. D. Kramer, P. Y. Shi, et G. D. Ebel. 2007. The West Nile virus mutant spectrum is host-dependant and a determinant of mortality in mice. Virology 360:469-76.
- Note de bas de page 42
-
Taylor, L., T. Condon, E. M. Destrampe, J. A. Brown, J. McGavic, C. V. Gould, T. V. Chambers, O. I. Kosoy, K. L. Burkhalter, P. Annambhotla, S. V. Basavaraju, J. Groves, R. A. Osborn, J. Weiss, S. L. Stramer, et E. A. Misch. 2021. Powassan Virus Infection Likely Acquired Through Blood Transfusion Presenting as Encephalitis in a Kidney Transplant Recipient. Clin Infect Dis 72:1051-1054.
- Note de bas de page 43
-
Xu, D., K. Murphy, R. Balu, et J. Rosenberg. 2018. Clinical Reasoning: A man with rapidly progressive weakness and respiratory failure. Neurology 91:e686-e691.
- Note de bas de page 44
-
Raney, W. R., E. J. Herslebs, I. M. Langohr, M. C. Stone, et M. E. Hermance. 2022. Horizontal and Vertical Transmission of Powassan Virus by the Invasive Asian Longhorned Tick, Haemaphysalis longicornis, Under Laboratory Conditions. Front Cell Infect Microbiol 12:923914.
- Note de bas de page 45
-
Mlera, L., et M. E. Bloom. 2018. The Role of Mammalian Reservoir Hosts in Tick-Borne Flavivirus Biology. Front Cell Infect Microbiol 8:298.
- Note de bas de page 46
-
Sharma, R., D. W. Cozens, P. M. Armstrong, et D. E. Brackney. 2021. Vector competence of human-biting ticks Ixodes scapularis, Amblyomma americanum and Dermacentor variabilis for Powassan virus. Parasites and Vectors 14.
- Note de bas de page 47
-
Lvov, D. K., M. Y. Shchelkanov, S. V. Alkhovsky, et P. G. Deryabin. 2015. Single-Stranded RNA Viruses. Zoonotic Viruses in Northern Eurasia doi:10.1016/b978-0-12-801742-5.00008-8:135-392.
- Note de bas de page 48
-
Centers for Disease Control and Prevention. 2016. Chemical Disinfectants. December 2023.
- Note de bas de page 49
-
Mohapatra, S. 2017. Sterilization and Disinfection. Essentials of Neuroanesthesia doi:10.1016/b978-0-12-805299-0.00059-2:929-44.
- Note de bas de page 50
-
Elveborg, S., V. M. Monteil, et A. Mirazimi. 2022. Methods of Inactivation of Highly Pathogenic Viruses for Molecular, Serology or Vaccine Development Purposes. Pathogens 11:271.
- Note de bas de page 51
-
Feldmann, F., W. L. Shupert, E. Haddock, B. Twardoski, et H. Feldmann. 2019. Gamma Irradiation as an Effective Method for Inactivation of Emerging Viral Pathogens. Am J Trop Med Hyg 100:1275-1277.
- Note de bas de page 52
-
Lund, M., V. Shearn-Bochsler, R. J. Dusek, J. Shivers, et E. Hofmeister. 2017. Potential for Waterborne and Invertebrate Transmission of West Nile Virus in the Great Salt Lake, Utah. Appl Environ Microbiol 83.
- Note de bas de page 53
-
Pealer, L. N., A. A. Marfin, L. R. Petersen, R. S. Lanciotti, P. L. Page, S. L. Stramer, M. G. Stobierski, K. Signs, B. Newman, H. Kapoor, J. L. Goodman, et M. E. Chamberland. 2003. Transmission of West Nile Virus through Blood Transfusion in the United States in 2002. New Engl J Med 349:1236-1245.
- Note de bas de page 54
-
Frost, H. M., A. M. Schotthoefer, A. M. Thomm, A. P. Dupuis, 2nd, S. C. Kehl, L. D. Kramer, T. R. Fritsche, Y. A. Harrington, et K. K. Knox. 2017. Serologic Evidence of Powassan Virus Infection in Patients with Suspected Lyme Disease(1). Emerg Infect Dis 23:1384-1388.
- Note de bas de page 55
-
Grant-Klein, R. J., C. D. Baldwin, M. J. Turell, C. A. Rossi, F. Li, R. Lovari, C. D. Crowder, H. E. Matthews, M. A. Rounds, M. W. Eshoo, L. B. Blyn, D. J. Ecker, R. Sampath, et C. A. Whitehouse. 2010. Rapid identification of vector-borne flaviviruses by mass spectrometry. Molecular and Cellular Probes 24:219-228.
- Note de bas de page 56
-
Shirley, J. D., T. T. Ngo, J. A. Patel, B. S. Pritt, J. T. Gaensbauer, et E. S. Theel. 2023. The Brief Case: An unexpected cause of meningoencephalitis in an infant. Journal of Clinical Microbiology 61:e01856-22.
- Note de bas de page 57
-
Normes sur le confinement des installations manipulant des phytoravageurs, Agence canadienne d'inspection des aliments (Canada)
- Note de bas de page 58
-
Arthropod Containment Guidelines from the American Committee of Medical Entomology; American Society of Tropical Medicine and Hygiene (USA)
- Note de bas de page 59
-
Gouvernement du Quebec. 2023. Démarche pour les médecins - Maladies à déclaration obligatoire (MADO) et signalements en santé publique - Professionnels de la santé – MSSS.
- Note de bas de page 60
-
Government of Alberta. 2008. Notifiable Disease List.
- Note de bas de page 61
-
Government of Newfoundland and Labrador. 2022. Notifiable Disease List.
- Note de bas de page 62
-
Government of Nova Scotia. 2023. It's the Law: Reporting Notifiable Diseases and Conditions.
- Note de bas de page 63
-
Gouvernement d'Ontario. 2023. Loi sur la protection et la promotion de la santé. Règl. de l'Ont. 135/18.
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