Méthode d’essai biologique servant à déterminer la létalité aiguë d’un sédiment pour des amphipodes : chapitre 2

Section 2 : Organismes d’essai

• 2.1 Sélection des espèces
• 2.2 Stade du cycle biologique, taille, source
• 2.3 Prélèvement, manipulation et transport
• 2.4 Conservation et acclimatation
• 2.5 Sélection des organismes d’essai
• 2.6 Limites spécifiques d’emploi

2.1 Sélection des espèces

Avec la présente méthode de référence, il faut utiliser au moins l’une des espèces suivantes d’amphipodes de l’endofaune marine ou estuarienne :

• Rhepoxynius abronius ;
• Eohaustorius washingtonianus ;
• Eohaustorius estuarius ;
• Amphiporeia virginiana.

Le choix de l’espèce ou des espèces pour une étude doit tenir compte des caractéristiques physico-chimiques connues ou prévues de la matière d’essai (p. ex. la granulométrie des sédiments, la salinité et la teneur en ammoniaque de l’eau de porosité) de même que des limites connues de tolérance des quatre espèces à leur égard. Il faut bien connaître les limites de tolérance et d’emploi de ces quatre espèces, exposées dans les annexes D (R. abronius), E (E. washingtonianus), F (E. estuarius) et G (A. virginiana) ou consulter ces annexes. Il faudrait notamment être sensibilisé au fait que certaines caractéristiques de chaque échantillon de la matière à évaluer (c’est-à-dire sa granulométrie et la salinité de l’eau de porosité) doivent se situer à l’intérieur des limites spécifiques d’emploi (v. § 2.6). Il faut donc connaître la granulométrie de la matière d’essai et la salinité de son eau de porosité avant de choisir l’espèce. On devrait aussi être sensibilisé aux limites connues de tolérance de chacune des espèces à l’ammoniaque de l’eau de porosité (v. annexes D à G) et en tenir compte ainsi que des concentrations connues ou prévues de ce contaminant dans les sédiments d’essai, au moment de choisir les espèces pour l’essai et interpréter les constatations expérimentales. On trouvera au § 2.1 d’Environnement Canada (1992) d’autres conseils sur la sélection de l’espèce d’essai.

2.2 Stade du cycle biologique, taille, source

Pour l’essai, on devrait utiliser des jeunes ou des adultes de chacune de ces espèces, mesurant de 3 à 5 mm de longueur totale - ces animaux sont disponibles l’année durant (EC, 1992). On ne doit pas utiliser les très gros individus (c’est-à-dire ceux dont la longueur totale excède 5 mm). On ne devrait pas utiliser non plus les organismes trop petits pour être retenus sur un tamis à mailles de 0,5 mm.

Tous les amphipodes utilisés dans un essai doivent provenir de la même population et de la même source. On trouvera dans les annexes E (A. virginiana), G (E. estuarius), H (E. washingtonianus) et K (R. abronius) d’Environnement Canada (1992) des indications sur l’aspect, le comportement et la répartition (y compris les lieux possibles de capture) des amphipodes à utiliser avec la méthode de référence. Les localités où habituellement on les capture sont notamment West Beach, dans l’île Whidbey (Washington) [R. abronius] ; la lagune Witty ou le côté exposé de la lagune Esquimalt, à Victoria (C.-B.) [E. washingtonianus] ; le ruisseau Beaver, à Newport (Oregon) [E. estuarius] ; Martinique Beach, comté de Halifax (N.-É.) [A. virginiana]. Des distributeurs commerciaux se sont spécialisés dans la capture et l’expédition de ces espèces. Le personnel de laboratoire devrait être convaincu que la ou les personnes qui entreprennent la capture, la manutention et le transport des organismes à utiliser avec la présente méthode de référence connaissent bien les pratiques reconnues à ce sujet et s’y conforment (EC, 1992 ; USEPA, 1994a), et que les organismes fournis appartiennent de fait aux bonnes espèces. Pour renseignements, s’adresser à Environnement Canada ou à d’autres membres du Groupe consultatif scientifique (annexe C).

2.3 Prélèvement, manipulation et transport

On devrait suivre les conseils donnés au § 2.4 d’Environnement Canada (1992) pour la capture, la manipulation et le transport des amphipodes. Il est vital d’employer des méthodes normalisées et éprouvées, pour obtenir des sujets invariablement en bonne santé pour les essais toxicologiques.

Les récipients de transport des amphipodes servent habituellement à conserver et à acclimater les organismes au laboratoire. Les récipients convenables, à couvercle fermant hermétiquement, comprennent les récipients de plastique pour aliments ou les seaux de plastique. Sur les lieux de la capture, on devrait déposer dans le fond du récipient au moins 2 à 4 cm de sédiment local tamisé (sur un tamis à mailles de 0,5 à 1,0 mm). On ajoute ensuite de l’eau locale, suffisamment pour recouvrir le sédiment d’au moins 2 cm. On devrait ensuite transvaser doucement dans le récipient des amphipodes capturés par tamisage d’autres parties du sédiment local. Le récipient ne devrait pas renfermer plus d’un amphipode par centimètre carré (USEPA, 1994a).

On devrait collecter, tamiser et transporter avec les animaux, pour servir de sédiment témoin de l’essai toxicologique, une quantité convenable de sédiment.

On ne recommande pas le transport à grande distance (c’est-à-dire par avion) d’E. washingtonianus ou d’A. virginiana, en raison de la mortalité excessive et inacceptable survenant au cours de la conservation et de l’acclimatation ou dans le sédiment témoin au cours de l’essai. Si on choisit néanmoins d’utiliser ces espèces plutôt que les autres (R. abronius ou E. estuarius), il faut cependant respecter le critère spécifique de validité de l’essai (§ 4.6), si on veut que les résultats de l’essai soient considérés comme valides et acceptables selon la présente méthode.

2.4 Conservation et acclimatation

Il faudrait suivre les conseils fournis au § 2.5 d’Environnement Canada (1992) pour conserver et acclimater un groupe d’amphipodes capturés en vue de servir dans un essai toxicologique sur un sédiment.

Pendant au moins deux jours et au plus dix, avant le début de l’essai, il faut acclimater les animaux capturés dans la nature à l’éclairage, à la température et à la salinité (de l’eau surnageante) qui existeront au cours de l’essai (v. section 4). En outre, on ne devrait pas garder au laboratoire les sujets plus de 10 jours après leur capture avant d’entreprendre l’essai.

Dès la réception, au laboratoire, des animaux capturés dans la nature, on devrait déterminer et enregistrer la qualité (c’est-à-dire la température, la salinité, la teneur en oxygène dissous et le pH) de l’eau surnageante d’au moins un des récipients dans lesquels on conserve les animaux et le sédiment du lieu de capture. On devrait compter et retirer du récipient tout cadavre observé à la surface du sédiment ainsi que tout débris évident. On ne recommande pas de tamiser le sédiment qui se trouve dans le récipient avant le début de l’essai, puisque l’on pourrait inutilement traumatiser les organismes. Pour les déranger le moins possible, on devrait les conserver et les acclimater dans le ou les récipients qui ont servi à leur capture et à leur transport. On pourrait aussi les transvaser, ainsi que le sédiment où ils se trouvent (sans tamisage) dans un vivier ou un aquarium d’acclimatation plus volumineux si on l’estime nécessaire pour réduire l’encombrement et augmenter la surface.

Pendant la conservation et l’acclimatation, on devrait faire jeûner les amphipodes, dans une couche d’au moins 2 à 4 cm de sédiment du lieu de capture. L’eau surnageante devrait avoir au moins 2 cm de profondeur. La teneur en oxygène dissous de cette eau doit être maintenue à 90 à 100 % de saturation, grâce à un système d’aération ou, le cas échéant, par le renouvellement continu de cette eau par de l’eau saturée en oxygène. Selon la durée de la période de conservation ou d’acclimatation, on devrait remplacer l’eau surnageante de façon continue ou intermittente (p. ex. journellement) par de l’eau de mer fraîche, saturée en air, réglée à la température et à la salinité nécessaires.

Pendant la conservation et l’acclimatation, l’éclairage doit être constant et continu. On devrait utiliser un éclairage vertical à spectre large (fluorescent ou l’équivalent), d’une intensité, près de la surface de l’eau, de 500 à 1 000 lux. La température de l’eau surnageante doit être réglée graduellement (c’est-à-dire ne pas varier de plus de 3 °C/j) pour atteindre la température journalière moyenne d’acclimatation de 15 ± 2 °C (pour R. abronius, E. washingtonianus ou E. estuarius) ; ou de 10 ± 2 °C (pour A. virginiana). Cette température atteinte, il faut y garder les amphipodes au moins deux jours avant de les utiliser dans un essai.

Il faut régler graduellement la salinité de l’eau surnageante (c’est-à-dire ne pas la faire varier de plus de 5 ‰/j) jusqu’à ce que l’on atteigne une valeur représentative de la salinité de l’eau de porosité mesurée dans l’échantillon ou les échantillons de matière d’essai. On doit ensuite y garder les amphipodes au moins deux jours avant de les utiliser dans un essai. Dans les cas où l’essai porte sur un certain nombre d’échantillons (p. ex. les matières de lieux différents, de profondeurs différentes ou des deux), il faut régler la salinité de l’eau surnageante à la moyenne de la salinité de l’eau de porosité déterminée pour ces échantillons (§ 4.3). La salinité à laquelle on acclimate les organismes doit se trouver dans leur fourchette d’emploi (v. § 2.6). Pour réduire au minimum le délai entre la capture des organismes et le début de l’essai, on peut corriger simultanément la salinité et la température (en les amenant aux conditions de l’acclimatation et des essais).

On devrait mesurer au moins journellement, au début de leur réglage, la température et la salinité de l’eau surnageante de chaque vivier ou aquarium d’acclimatation. Ensuite, on doit au moins en mesurer la température, la salinité, le pH et la teneur en oxygène dissous au début et à la fin de la période résiduelle d’acclimatation (c’est-à-dire 2 à 10 jours). Il est recommandé de mesurer journellement la température et la salinité au cours de cette période. L’eau servant à conserver et à acclimater les organismes d’essai peut provenir d’une source non contaminée d’eau de mer naturelle ou reconstituée. On devrait consulter le § 2.5.4 d’Environnement Canada (1992) et en suivre les conseils lorsque l’on prépare et entrepose cette eau et lorsque l’on en contrôle la qualité.

2.5 Sélection des organismes d’essai

L’aspect et le comportement des amphipodes de chaque vivier ou aquarium d’acclimatation devraient être normaux et typiques (v. EC, 1992). On doit sacrifier tout animal ne fouissant pas dans le sédiment ou semblant se comporter ou se comportant effectivement de façon atypique pendant la conservation et l’acclimatation. Idem pour tout animal semblant se comporter ou se comportant effectivement de façon atypique (v. § 2.2) après avoir été retenu par le tamis sur lequel on passe le sédiment du lieu de capture, le jour de démarrage de l’essai (§ 4.7). Il faudrait noter le nombre d’amphipodes observés à la surface du sédiment ou dans l’eau surnageante pendant la conservation et l’acclimatation et, à chaque période d’observation, le nombre d’animaux morts ou au comportement atypique.

2.6 Limites spécifiques d’emploi

Il faut connaître les caractéristiques physico-chimiques de chaque sédiment d’essai, avant de sélectionner l’organisme d’essai. La sélection de l’espèce d’amphipode destinée à un essai toxicologique particulier du sédiment dépend de la salinité de l’eau de porosité et de la granulométrie de la matière d’essai. Il faut se conformer aux limites spécifiques d’emploi du tableau 1, dans le choix de l’espèce, pour son acclimatation et la réalisation de l’essai selon la présente méthode de référence (v. annexes D à G pour plus de précisions).

Tableau 1. Limites spécifiques d’emploi de la méthode de référence